Güvenlik:
Laboratuvarda kan örnekleri ile çalışırken genel
temizlik ve güvenlik kurallarına uyulması gerekir.
Böylece çevrenizi, çevrenizdeki diğer kişileri ve
kendi sağlığınızı korumuş olursunuz.
§ Koruyucu eldiven ve laboratuvar önlüğü
giyiniz.
§ Eğer ellerinizde yada üzerinizde açık yara
veya ezikler varsa mutlaka yara bandı vb. ile kapatın.
§ İğne, lanset gibi maddeleri sadece bir kez
kullanın ve kullanılmış malzemeleri uygun çöp kutusuna
atın.
§ Çalışma tamamlandıktan sonra eldivenlerinizi
çıkartın ve ellerinizi mutlaka yıkayın.
§ Laboratuvarı temizleyin ve dekontaminasyon
işlemlerini uygulayın.
Örnek Toplama:
Zamanlama:
Örnekler uygun ortamlarda ve sağaltım (tedavi)
öncesinde toplanmalıdır. Eğer malarya veya babesiadan
şüpheleniliyor ise örnekler zaman geçirmeden
incelenmelidir. Kanda parazit görülmesi (parazitemi)
oranı parazit türüne göre dalgalanma gösterir. Bu
nedenle birden fazla froti yapılması (8-12 saat ara
ile 2-3 gün) tavsiye edilir.
Microflaria enfeksiyonu (türe bağlı olarak) belirgin
bir dalgalanma sergiler. Bu yüzden örnekleme zamanı
çok önemlidir. Eğer mikroflariadan şüphe ediliyor ise
örneklemenin aşağıdaki saatlerde yapılması uygundur.
Loa loa–Öğlen (saat 10 ile 14 arası)
Brugia or Wuchereria–Akşam saat 8 civarı (20.00)
Mansonella–Günün herhangi bir saatinde.
Örnek Tipi:
Venöz kan örnekleri (venalardan alınan kan), teşhis
amaçlı bir çok çalışma için uygundur (flariasis ve
trypanosomiasis dahil).
Ancak bazı enfeksiyonlarda örneğin malariada kan
tüplerindeki antikoagulant (pıhtılaşma önleyici)
maddeler parazitin morfolojisine ve boyanma
özelliklerine olumsuz etkilerde bulunabilir. Bu
problem, frotilerin (yayma) kan alınmasından sonra en
kısa sürede yapılması ile bir miktar azaltılabilir. Bu
gibi durumlarda kapillar kan örnegi (kulak yada kuyruk
ucu, insanda parmak ucu) alınması tavsiye edilir.
Kılcal (Capillary) Kan İncelemesi:
1. Temiz bir lam alınır ve bir kenarına hasta adı
veya numarası, örnek tarih ve saati kaydedilir. (Kayıt
cam kalemi ile yapılmalıdır. Normal permanent kalemler
işlemler sırasında silinebilir).
2. Kan alınacak bölge Kulak ucu (kuyruk ucu veya
parmak, bebeklerde topuk veya ayak baş parmağı) alkol
ile temizlenir ve kuruması beklenir.
3. Kulak ucu çok küçük kesilerek (lancet ile
delinerek) kanatılır. İlk damla kan alınır ve yayma
yapılır. (Yayma için iki thick blood-kalın yayma- ve
iki thin blood-ince yayma- yapılması tavsiye edilir).
4. Uygun boyamalarla boyanan örnekler mikroskopla
incelenir (immersiyon).
Venöz (Venous) Kan İncelemesi:
1. Kan alınacak tüp ve lam üzerine hasta kaydı
yapılır. Lam alkol ile temizlenip kurutulur.
2. Kan alınacak bölge temizlenir, alkol ile
silinip kuruması beklenir.
3. Uygun bir venadan kan alınır ve EDTA’lı
tüplere konur. Yavaş hareketler ile kan iyice
karıştırılır. (Diğer antikoagulanlarda kullanılabilir
ancak EDTA tercih edilmektedir).
4. En az iki kalın ve iki ince yayma preperat kan
alınmasından sonraki mümkün olan en kısa sürede
hazırlanılmalıdır.
5. Uygun boyamalar ile boyanan örnek incelenir.
Örneklerin Hazırlanıp İncelenmesi:
Yayma Örneklerinin (froti) Hazırlanması:
Yukarda da belirtildiği gibi, eğer venöz kan
kullanılıyorsa frotiler kan alınmasından sonra en kısa
sürede yapılmalıdır. Aksi taktirde antikoagulanların
parazit morfolojilerini ve boyanma karakterlerini
değiştirebileceği unutulmamalıdır.
Kalın Yayma (Thick smears) Hazırlanması:
Kalın yayma bir damla kanın mümkün olduğunca homojen
olarak yayılması işlemidir. Dehemoglobinize olmuş
(parçalanmış) alyuvarları incelemek için hazırlanır.
Bu yöntem ile kan elemanları ve varsa parazitler ince
yaymaya oranla daha fazla yoğunlaştırılmış olur. Bu
yüzden kalın yayma, ince yaymaya oranla daha iyi
teşhis imkanı sağlar ancak parazit morfolojileri en
iyi olarak görünmezler. Pozitif örneklerde (özellikle
malaria) tür tayini yapabilmek için ince yayma
yapılması tavsiye edilir. Her hasta için en az iki
preperat hazırlanılmalıdır.
1. Önceden temizlenmiş ve üzerine hasta kaydı
yapılmış lam alınır.
2. Lam’ım ortasına bir damla kan konulur.
3. Bir başka temiz lam köşesi kullanılarak,
dairesel hareketler ile kan yayılır (yaklaşık 1.5 cm
çapında).
4. Örneğin istenilen kalınlıkta yayılıp
yayaılmamış olduğu, altına konulan bir gazetedeki
yazıların kısmen okunaklı olması ile kontrol
edilebilir.
5. Preperat düz bir yere konarak kuruması
beklenir (toz ve böceklerden uzak tutulmalıdır).
Yeteri kadar kurumamış yada çok kalın hazırlanmış
örnekler işlemler esnasında lamelden ayrılırlar. Oda
ısısında yapılan kurutmalar bir kaç saat sürebilir.
Minimum 30 dakikalık kurutma gereklidir bu şekilde
hazırlanmış örnekler çok dikkatli olarak işlemlere
tabi tutulmalıdır. Kurutma işlemi orta ısılı bir etüv
yada kurutma dolaplarında yapılabilir. Aşırı sıcak
ortamlar istenmez çünkü bu işlem ısı ile örnek tespiti
(fiksasyon) yapılmasına yol açar.
İnce Yayma (Thin smears)Hazırlanması:
İnce yaymada kan gittikçe incelen bir kan katmanı
oluşturur. Son kısmında alyuvarlar tek bir katman
oluşturmalıdır yada birbirlerinden uzak konumlarda
olmalıdır.
Her hasta için en az iki örnek hazırlanılmalıdır.
1. Bir damla kan alınıp, lamın hasta kaydı
yapılmış kenarından yaklaşık 1.5 cm uzağına konur.
2. İkinci bir lam kan damlasının önüne yaklaşık
45° açı ile konulur.
3. Lam hafif geri çekilerek damla ile temas
ettirilir ve kanın lam temas yüzeyine yayılması
beklenir.
4. Üstteki lam hızla ileri doğru itilerek kan
olabildiğince ince yayılır. Kanın son kısımlarda çok
ince yayılmış olmasına dikkat ediniz. Bu işlem uygun
miktarda kan ve iyi bir yayma tekniği ile sağlanır.
Aksi taktirde yayma istenilen kalitede olmaz.
5. Preperatın kurumasını sağlayın.
6. Preperatı saf (absolute) metanol içerisinde
tespit edin
7. Fix the smears by dipping them in absolute
methanol.
Microfilariae Teşhisi İçin Örnek Hazırlama:
A. Kapillar kan örneği alınır.
B. Mikroflarialar perifer kanda yoğun olarak
bulunurlar. Bu nedenle venöz kan bu tür incelemelerde
tercih edilmezler.
C. Mikroflaria kontrolü için venöz kan
kullanılması gerekirse bu örnek mutlaka konsantre
edilmelidir.Bu amaca yönelik çeşitli yöntemler
mevcuttur.
1. Örnek modifiye Knott metadu ile konsantre
edilir.
2. Filtrasyon Metodu.
Bu yöntemde 5 µm çaplı gözenekleri olan filtreler
kullanılır. Fitrede kanın şekilli elemanları ve
organizmalar takılıp kalırlar. Filtredeki kan şekilli
elemanları uygun maddeler ile parçalanır ve filtre
üzerindeki organizmalar geri toplanıp lam üzerine
yayılır ve incelenir (Bu amaca yönelik çeşitli teşhis
kitleri mevcuttur. Ticari markalar olduğu için isimler
ve kullanılan malzemeler burada işlenmemiştir)
Kan Örneklerinin Nakli:
Kan Yayma Örneklerinin Mikroskobik İncelemeler İçin
Taşınması:
1. Üzerleri etiketlenmiş ve kurutulmuş yayma
preperatlar (boyanmış yada boyanmamış) uygun lam
kutularına yerleştirilir. Bu kutularda lamların
birbirine temasını engelleyecek ara bölmeler
olmalıdır.
2. Bu lam kutusunu sağlam ve arsında şok emici
destekleri olan bir başka kutuya yerleştir. Bu sayede
nakil sırasında kırılmalar engellenmiş olur.
3. Örnek ile ilgili bilgiler ve gönderen ile
ilgili bilgiler detaylı olarak yazılıp kutuya
yerleştirilir.
4. Uygun taşıma yolu ile istenilen yere
gönderilir.
Tam Kan Örneğinin Nakli:
1. Sızdırmaz steril bir kap (deney tüpü vs)
içerisine antikoagulanlı kan konur ve etiketlenir. Bu
örnek bir kutuya yerleştirilir ve etrafına, sızdırma
durumunda kanın emilmesi için emici maddeler konulur.
2. Bu kutu içerisi şok emiciler ile desteklenmiş
ikinci bir kutuya yerleştirilir. Örnek (kimden, ne
için ve ne zaman alındığı gibi) ve gönderen ile ilgili
detaylı bilgiler yazılıp kutuya yerleştirilir.
3. Hazırlanmış kutu veya kutular en kısa sürede
(8-12 saat) ilgili laboratuvara ulaştırılmalıdır.
Soğuk sistem taşıma gerekebilir. Bu durum ilgili
laboratuvar ile görüşülmelidir.
İlaç Testleri veya Moleküler Biyoloji Testleri İçin
Örnek Nakli:
1. Yukardaki paketleme işlemleri aynen uygulanır.
2. Paket oda sıcaklığında nakledilir.
Antikor veya İlaç Testleri İçin Serum (yada Plazma)
Örneği Nakli:
1. Paketleme ve etiketleme işlemleri yukarıdaki
örneklerde olduğu gibi yapılır.
2. Ek bilgiler yazılıp kutuya konur.
3. Örnek oda ısısında ancak mümkün olduğunca kısa
sürede hedefe ulaşması sağlanır.
4. Not: Parazit izolasyon (ayrımı) ve
teşhislerinde süre kritik öneme sahişptir. Antikor
kökenli taramalarda süre daha az önemlidir.
Boyama:
Kan Frotilerinin Boyaması:
Hazırlanan ikili örneklerden sadece bir set boyanır.
İkinci set yedekte bekletilir. Bu durum eğer
boyamalarda bir hata olursa, örnek kaybını engellemiş
olur. Ayrıca herhangi bir teşhis olayında daha sonraki
incelemeler için kaynak oluşturur.
Giemsa Boyama: -Kan parazitlerinin aranmasında ve
teşhisinde kullanılır.
Basit Giemsa Boyama:
1. Preperat hazırlanıp havada kurutulur.
2. Absolute metanolde bir dakika tespit edilir.
3. Kurutulmuş preperat giemsa ile boyanır (30
dakika-Giemsa boyası 1:20 oranında distile suda
sulandırılır).
4. Boyama sonrası preperat distile su ile
durulanır (Su akar vaziyette olmalıdır).
5. Preperat kurutulup 100X’lük objektif ile
incelenir.
Not: Preperatlar saklanmak istenirse üzerlerindeki
mineral yağ yıkanmalıdır. Yıkama için Ksilol (XYLOL)
kullanılır. Preperat üzerine ksilol dökülüp yağı
ertmesi bekletilir ve ksilol akıtılıp (işlem mineral
yağ tamamen kaybolana kadar bir kaç kez
tekrarlanabilir) kurutulur.
Geliştirilmiş Giemsa Boyama:
1.Giemsa boyamada kullanılan solüsyonların
hazırlanması.
A. Stok Giemsa Buffer (100X, 0.67 M)
Na2HPO4 59.24 gr
NaH2PO4H2O 36.38 gr
Deionized water 1000.00 ml
B. Otoklav yada 0.2 µm çapında delikleri olan
filtre kullanarak sterlizasyon yapılır. Bu şekilde
hazırlanmış stok solüsyon oda ısısında bir yıl
kullanılabilir.
C. Giemsa Buffer, 0.0067M, pH 7.2 (Stok giemsa
buffer 100kat sulandırılır)
Stok Giemsa Buffer 10.0 ml
Dİstile (yada deiyonize) su 990.0 ml
Solüsyon da pH7.2 olmalıdır. Kullanmadan önce kontrol
edilip ayarlanır. Oda ısısında bir ay dayanır.
D. Triton X-100 (% 5)
Deiyonize Su (56°C’ ye kadar ısıtılır) 95.0 ml
Triton X-
100 5.0 ml
Ilık su içerisine Triton X-100 yavaşça ilave edilirken
dairesel hareketler ile karıştırılır. Triton X-10
E. Stok Giemsa Boyası:
Giemsa boyası hazır olarak satın alınabilir. Aşağıdaki
formül daha iyi sonuç verdiği ileri sürülmektedir.
Cam Boncuk (3 mm çapında) 30.0 ml
Absolute methanol, (asetonsuz) 270.0 ml
Giemsa Boya (saf-toz) 3.0 gr
Glycerol (Gliserol) 140.0 ml
a. Yukarda sayılan maddeleri temiz kahve renkli
bir şişe içerisine yerleştirin. Ağzını sıkıca kapatın.
b. Şişeyi bir çalkalayıcıda her gün 30-60 dakika
ve en az 14 gün boyunca çalkalayın.
c. Şişeyi ağzı kapalı olarak nemden uzak olarak
oda ısısında saklayınız. Oda ısısında stok bozulmadan
kalır (Stok gimza boyası eskidikçe boyama kalitesi
artacaktır).
d. Kullanmadan önce çalkalayıp bir numara
Whatman filtre kağıdında süzün. Bu solüsyondan
çalışmak üzere Giemsa boyası hazırlayın.
F. Gimsa Boya Hazırlanması (% 2.5)
G. Her boyama için taze olarak hazırlanması
tavsiye edilir. Bir günden fazla süre geçmiş Giemsa
boyası boyamalarda kullanılmamalıdır.
Giemsa buffer 39 ml
Stok Giemsa Boyası 1 ml
Triton X-100 (%5) 2 damla
2. Boyama:
A. Bir şahle (boyama küveti) içerisine yukarda
açıklandığı şekilde taze olarak Giemsa boyası
hazırlayın
B. İkinci bir şahleyi Giemsa buffer ile doldurun
ve içerisine her 40 ml için iki damla Triton X-100
ekleyin.
C. Preperatı Giemsa (% 2.5) ile 45-60 dakika
süresince boyayınız.
D. Preperatı çıkartıp Giemsa buffer içerisine
batırarak (3-5 kez) durulayın. Kalın yayma
preperatlarda dikkatli olunmalıdır.
E. Preperatı dik olarak bir yere yerleştirip
kurutun.
Not:Daha yoğun hazırlanan(% 10) Giemsa boyalar ile
daha kısa süre bekletilerek (10 dakika) boyama
yapılabilir. Ancak bu durum hem daha fazla madde
kullanımını gerektirir. Hem de boyama kalitesi çok iyi
olmaya bilir. İyi bir boyama yapılmış olup olmadığını
pozitif örnekler kullanarak kontrol edilmesi tavsiye
edilir.
Boyanmamış Yayma Preperatların Uzun Süreli Saklamalar
İçin Hazırlanması:
Her hangi bir amaç için yayma preperatlar daha sonra
incelemek için saklanabilirler. Bu saklamalar, boyama
yapılmış preperatlar için sadece kuru ve temiz bir
kutuda ve bir birlerine temas etmeden
gerçekleştirilebilir. Anacak bazı durumlarda
preperatlar hiç bir işlem yapılmadan daha sonraki
uygulamalar için saklanmak istenebilir. Bu preperatlar
daha sonra istenilen yöntemle işlenip
incelenebilirler.
1. Yayma preperat hazırlanır ve çabucak kuruması
ağlanır.
2. Örnek absolute (% 100) methanol içerisinde
tespit edilir ve kurutulur.
3. Bir lam kutusuna yerleştirilir ve etiketlenir
(örnek ile bilgiler kaydedilir)
4. Kutu derin dondurucularda; -70°C yada daha
soğuk bir dolapta istenilen süre kadar depolanır.
5. Kullanılacak olan örnekler dolaptan çıkartılır
ve boyama işlemleri öncesinde kısa bir süre kurutulur.
Isı farklılığından dolayı oluşan su damlacıkları
buharlaştırılıp lam kurutulur.Daha sonra boyama
işlemlerine geçilir.
Microskobik Muayene
Kalın Yayma Preperatların İncelenmesi:
Alyuvarlar (eritrosit, red blood cell-RBC) parçalanmış
(eritilip yok olmuş) ve varsa paraziter organizmalar
daha yoğunlaştırılmış olduğundan kontrol ve teşhis
çalışmaları için daha uygundur. Karışık (mix)
enfeksiyonların teşhisinde de daha yararlıdır.
1. Bütün preperatı küçük büyütme altında
inceleyin (10X yada 20X objektif). Böylece büyük
parazitleri (mikroflaria gibi) daha kolay teşhis
edilir.
2. Daha sonra, mineral yağ ve büyük büyütme (100X
objektif) ile örneği tekrar inceleyin. Bu incelemede
de küçük parazitler (theileria, babesia gibi) araması
yapılır. Preperatta bol miktarda akyuvar (leukosit.
white blood cell-WBC) görülecektir.
3. Eğer herhangi bir paraziter yapı görülür ise,
o zaman ince yayma preperat incelenerek, tür tayini
yapılır.
4. Eğer hiç parazit göremediniz ise; bu durum
gerçekten parazit yokluğundan mı kaynaklanıyor, yoksa
inceleme devam ettirilmeli midir sorularına
araştırmanın hassasiyetine göre yada klinik tabloya
göre karar verilir. Hassas durumlarda preperattan en
az 100 (200-300) mikroskop sahası (akyuvarların bol
görüldüğü) incelenmelidir ve birden fazla preperat
incelemesi yapılmalıdır.
İnce Yayma Preperatların İncelenmesi:
İnce yayma preperatlar farklı amaçlar için
kullanılabilir.
1- Tespit edilmiş olan bir parazitin tür tayini
amacı ile kullanılabilir.
2- Kalın yaymaların kuruması beklenirken hızlı
bir kontrol için kullanılabilir.
3- Yeterli kalın yayma preperat olmadığında
kullanılabilir.
İnce yaymalarda; eğer aynı örneğin kalın yayma
incelemesi yapılmamış ise önce küçük büyütmeler (10x
yada 20x objektifler) ile preperat taranmalıdır. Bu
sayede mikroflaria benzeri parazitler aranmış olur.
Daha sonra büyük büyütme ile (100x objektif) örnek
taranır.
Parazitlik Yoğunluğunun Tespiti:
Bazı durumlarda parazitlik (parazitemi) yoğunluğunun
tespiti klinik açıdan önemli bilgiler sağlayabileceği
için gerekli olabilir. Bu durumda yoğunluk tespiti ya
alyuvarlara yada akyuvarlara oranlanarak hesaplanmaya
çalışılır.
Alyuvar(RBC) Sayısına Göre Oranlama: Örnekteki 500
ila 2000 arasında alyuvar sayılır ve incelenir,
bunlardan kaçtanesinin parazitli olduğu tespit edilir.
Sonuç oranlanarak yüzde (%) cinsinden ifade edilir.
Eğer parazitlik oranı yüksek ( > 10%) ise 500 alyuvar
(RBC) saymak yeterlidir. Düşük oranlarda (<1%) 2000 yada daha fazla alyuvarı incelemek gereklidir. Parazitlik (parasitemia- %) = (parazitli RBC / toplam RBC) X 100 Akyuvar (WBC) Sayısına Göre Oranlama: Kalın yayma preperatlarında parazitler akyuvarlara oranlanırlar. Akyuvarlar ve parazitler sayılır. Bu sayıma 500 parazit veya 1000 akyuvar sayana kadar devam edilir. Hesaplama eğer kullanılan kan hacmi biliniyorsa bilinen hacim üzerinden hesaplanır. Hacim bilinmiyor ise, bir milimetreküp kanda 8000 akyuvar olduğu ortalamasına göre yapılır. Parazitler/milimetre küp (kan) = (parazitler/ WBC) X WBC sayısı (bir milimetre küp kanda yada < 8,000 akyuvarda>
Florasanlı Boyalar ile Boyanmış Kan Parazitlerinin
Teşhisi:
Kan yayma preperatları, acridine orange ile (Kawamoto
tekniği) boyanıp ya floresan mikroskop yada özel
fitrelere sahip ışık mikroskoplar altında incelenir.
Bu boyamada nükleer DNA yeşile boyanırlarken,
stoplazmik RNA kırmızıya boyanır. Böylece parazitleri
tanımak kolaylaşır. Bu yöntem özellikler malaria
(sıtma) etkenlerinin teşhisinde yaygın olarak
kullanılmaktadır. Afrika trypanosoma’sında da
kullanılmıştır
Quantitative Buffy Coat (QBC®; Becton Dickinson)
metodu, Bu yöntemde kan örnekleri direk olarak
içerisinde akridine orange ve antikoagulan bulunan,
cam boncuklu tüplere alınır. Örnekler hematokrit
santrifüjde, santrifüj edilip floresans mikroskopla
incelenir. Parazitler (malaria-sıtma) granülosit
katmanın altında bulunurlar. Bu yöntem diğer kan
parazitleri içinde adapte edilmiştir.
Antikor (Antibody)Tespiti:
Parazit enfeksiyonları konakçıların dokularında yada
konakçı atıklarında (dışkı-idrar gibi) görülerek
teşhis edilirler. Ancak bu teşhis yöntemleri, derin
dokular içerisine yerleşen bazı hastalıklarda yetersiz
kalmaktadır (toxoplasmosis yada toxocariasis). Ayrıca
cysticercosis ve echinococcosis gibi hastalıklarda
örnek alınması, konakçının hayatını tehlikeye
sokacağından tavsiye edilmezler. Bu gibi durumlarda,
belirgin bir parazit ile enfekte olmuş konakçıda,
antikor testlerinin uygulanması büyük avantaj ve
kolaylık sağlar. Antikor testlerinde pozitif olarak
teşhis edilen konakçının enfektemi olduğu yoksa daha
önce geçirdiği bir hastalığın antikorlarını mı taşıyor
olduğu ayırt edilmelidir. Parazit hastalıklarında
antikor tespiti hastada belirgin olmayan bir zaman da
hastalığın varlığını işaret eder. Ancak hastalığın
hangi safhada olduğunu kesin olarak belirlemez. Yani
antikor tespit edilen hastada, hastalık başlama,
gelişme safhalarında olabileceği gibi geçmiş de
olabilir. Hastalık geçirmiş olan canlıda antikor
düzeyi yavaşça düşer ancak tedaviden sonra dahi
antikor düzeyi altı aydan bir kaç yıla kadar değişen
sürelerde belirgin düzeylerde kalabilir. Bu durumda
incelenen parazitin antikor yoğunluğunun
(titrasyonunun), hastalık süresince ve hastalıktan
sonra hangi seviyelerde olduğu bilinmesi yararlı olur.
Toxoplasma gondii enfeksiyonlarında, spesifik
immunoglobulin M (IgM) ve immunoglobulin A (IgA)
tespiti hastalık zamanı hakkında bazı bilgiler
verebilir. Ancak diğer hastalıklar için tavsiye
edilmemektedir. Eğer dışkı, idrar ve kan örneklerinde
şüphelenilen parazit görülmemiş ise veya negatif
çıkmış ise, parazite spesifik immunoglobulin G (IgG)
antikor testi istenilebilir. Parazite-spesifik IgM,
IgA, yada IgE teşhis için uygun değildir. Bu nedenle
bu antikorların tespiti istenmemelidir. Parazit
spesifik IgG negatifken, pozitif çıkan IgM, IgA, yada
IgE düzeyleri yalancı pozitif olarak
değerlendirilmelidir. Uygulanan testlerin spesifitesi
(özel oluşu) ve sensitivitesi (hassasiyeti) sonuçlar
üzerinde çok etkilidir. Parazitler, hayat siklusları
içerisinde değişik evreler geçirirler. Bu nedenle
antijenler, evrelerden sadece birine spesifik
olabileceği gibi genel olarak parazite (tüm
evrelerinde) spesifik de olabilir. Bu nedenle
kullanılacak antijen ve antikor testleri çok iyi bir
incelemenin (kaynak bilgiler ve deneyler) sonunda
seçilmiş olmalıdır. Testte kullanılacak olan spesifik
antijenin yada antikorun spesifite dereceleri çok iyi
bilinmelidir. Yayınlanmış olan kitap yada makalelerde
aynı konuyu inceleyenlerin mutlak bir birinin aynı
olduğunu düşünmek hatalıdır. Hatta bu tür çalışmalar
farklı bölgelerde, farklı solüsyonlar yada farklı
araştırmacılarca yapılmış çalışmalar olarak, sonuçları
kıyaslama açısından daha önemlidir.
Örnek İhtiyaçları:
Bütün parazit antikor teşhis testlerinde serum yada
plazma kullanılabilir. Toxoascaris veya toxoplasmosis
için göz yaşı akıntıları da, serum ile beraber antikor
testleri için kullanılabilmektedir. Yine, merkezi
sinir sistemi enfeksiyonlarında da (cysticercosis yada
toxoplasmosis) serebrospinal (beyin-omurilik)
sıvıları, serum eşliğinde incelemeye alınabilir. Bütün
örnekler oda ısında nakledilebilirler. Bu incelemeler
için akut fazdaki enfeksiyonlardan örnek istenilmez.
Geçerli sonuçlar genellikle bir test sonucunda elde
edilebilmektedir. Parazit enfeksiyonları hasta
üzerinde fark edildikleri dönemde, incelenmeye
alınırlar ki bu zaman enfeksiyonun akut safhası
genellikle geçmiş olur.
Kaynak: Wilson M, Schantz P, Tsang VCW. Clinical immunoparasitology,In Rose NR,eds. Manual of Clinical,5th ed. Washington: American Society for Microbiology 1997; p. 575-594
belgesi-162
